Zunächst möchte ich zum Ausdruck bringen, wie dankbar ich bin,
hier sein zu dürfen und vor diesen wunderbaren Studenten sprechen zu können.
Ich danke Gräfin Bettina und dem Kuratorium für diese Gelegenheit.
Als ich 1997 den Nobelpreis erhielt, bat mich die Nobel-Stiftung wie wohl jeden anderen Preisträger auch,
ein kurzes autobiographisches Profil über mich zu schreiben und zu erläutern,
welche wesentlichen Einflüsse im Leben mich letztendlich nach Stockholm geführt haben.
Und ich möchte hier beginnen, indem ich Ihnen eines dieser Beispiele erzähle.
Von 1972 bis 1974 arbeitete ich mit Freude am Institut Pasteur in Paris im Labor von George Cohen.
Und ich nutzte dort meine auf dem Gebiet der Proteinchemie erworbenen Fähigkeiten für die Untersuchung von Enzymen,
die an der Bildung der Aminosäure Methionin beteiligt sind.
Und dann wollte ich etwas sehr Traditionsverbundenes machen,
nämlich meine Kenntnisse in der Proteinchemie verbessern und besuchte deshalb ein Seminar in Cambridge,
das um Ostern 1974 herum stattfand.
Und bei dieser Gelegenheit traf ich bei einem Abendessen diesen bemerkenswerten Herrn, Frederick Sanger.
Fred ist einer von drei Forschern, die zwei Nobelpreise für Chemie erhalten haben.
Die beiden anderen sind Madame Curie und John Bardeen.
Und Linus Pauling erhielt einen Nobelpreis für Chemie und einen Friedensnobelpreis.
Seinen ersten Preis konnte Fred, wie Sie hier sehen, 1958 entgegen nehmen.
Er hatte das erste Protein, Insulin, sequenziert.
Und das war nicht nur deshalb so bedeutend, weil es das erste Protein war, sondern weil damit nachgewiesen wurde,
dass Proteine eine definierte Sequenz aufweisen, was einige Wissenschaftler bezweifelt hatten.
Fred hatte, wie er sagte, nie daran gezweifelt.
Die logische Folge war aber auch,
dass – sofern es denn eine definierte Sequenz gäbe – diese Informationen irgendwo gespeichert werden mussten.
Seinen zweiten Nobelpreis erhielt er 1980 gemeinsam mit Wally Gilbert und Paul Berg
und sein Beitrag bestand aus der Entwicklung von Methoden zur DNA-Sequenzierung.
Als ich 1974 bei ihm anfing zu arbeiten, entwickelte er diese Methoden gerade
und setzte sie am Genom des Bakteriophagen phiX174 ein.
Auch Elizabeth Blackburn war als Doktorandin an diesen Arbeiten beteiligt.
Fred bat mich, die in den Genen kodierten Proteine zu sequenzieren, weil das eine Möglichkeit war,
die Genauigkeit seiner DNA-Sequenzierungsmethode zu überprüfen.
Rückblickend mag das banal klingen, aber natürlich hat sich das enorm ausgezahlt,
denn wir entdeckten dabei in diesen Bakteriophagen dreifach überlappende Gene.
Und das bedeutete also, dass alle drei DNA-Phasen zur Kodierung verschiedener Proteine verwendet wurden.
Hamilton Smith hat das gestern erwähnt.
Ich finde das nach wie vor eine sehr bemerkenswerte Beobachtung.
Und sicherlich wurden damals auch die Weichen für meine wissenschaftliche Zukunft bis zum heutigen Tage gestellt.
Meine erste Lektion für Sie als junge Wissenschaftler lautet deshalb,
dass Sie sich einen ausgezeichneten Mentor suchen sollten, wie ich ihn in Fred gefunden habe.
Und wie ich bereits sagte, war ich für ihn interessant, weil ich diese Fähigkeiten in der Proteinchemie mitbrachte.
Und wenn ich meinen Freunden glauben darf, habe ich diese Fähigkeiten bereits sehr früh entwickelt.
Hier sehen Sie mich beim Lesen des Buches „The ABC of Protein Chemistry“.
(Lachen)
Als Nächstes wollte sich Fred einem etwas größeren Genom zuwenden,
das in den Mitochondrien von menschlichen Zellen zu finden ist.
Das hier ist eine moderne Abbildung von Mitochondrien.
Hier ist der Kern der Zelle.
Sie sehen, dass die Mitochondrien über das Cytoplasma hinausreichen.
Und zum Teil sind sie in diesem verschmolzenen Zustand, in dem sie ein Retikulum bilden.
Und in anderen Phasen sind sie in diesem Teilungszustand, beispielsweise während der Apoptose.
Und zwischen diesen beiden Zuständen besteht ein dynamisches Gleichgewicht.
Das sieht doch ganz anders aus als das, was die Bilder in Lehrbüchern zeigen,
zumindest den Lehrbüchern, die ich über das Mitochondrium gelesen habe.
Sie sind alle zu diesem dynamischen Retikulum verbunden.
Und innerhalb dieser Zellen können sich bis zu 300 oder 400 Kopien der mitochondrialen DNA befinden.
Und in einer haploiden Zelle würde sich ein einziger Satz an nuklearen Genen befinden,
aber mehrere hundert Kopien der mitochondrialen DNA.
Das Genom wurde also sequenziert.
Es hat rund 17 Kilobasen zirkulärer doppelsträngiger DNA.
Und erneut war es meine Aufgabe, die Protein-Gene zu identifizieren, die …
die Gene, die in diesem Genom Proteine kodieren.
Es gibt 13 solcher Proteine.
Die Mitochondrien menschlicher Zellen enthalten also rund 2.000 verschiedene Proteine
und nur 13 davon sind im mitochondrialen Genom kodiert.
Die anderen sind die Produkte nuklearer Gene.
Und die werden in die Organelle eingeschleust.
In diesem Genom gibt es auch zwei Gene, die RNase, 16S RNA, 12S RNA kodieren,
die in die mitochondrialen Ribosome eingeschleust werden.
Denn die Mitochondrien haben ihre eigenen Ribosome, ihr eigenes Replikations-, Transkriptions- und Translationssystem.
Und alle Proteine, die sich dann mit diesen RNA-Molekülen zusammenschließen, stammen aus den nuklearen Genen.
Die anderen Gene innerhalb dieses Genoms sind 22 Gene für tRNase.
Sie werden durch diese Kreise repräsentiert.
Und es gibt einen minimalen Satz, der die Produkte des mitochondrialen Genoms translatiert.
Die Frage war also: Welche Proteine sind es?
Und zunächst wusste man überhaupt nichts.
Offensichtlich war nur, dass diese Proteine alle extrem hydrophob waren.
Und so begann ich damit, die Innenmembranen von Mitochondrien zu untersuchen
und identifizierte diese Gruppe von Genen als kodierende Untereinheiten 1, 2 und 3 der Cytochrom-Oxidase,
über die Hartmut Michel heute Vormittag gesprochen hat.
Und später diese beiden Gene hier, die Bestandteile des ATPase-Komplexes kodieren, über den ich gleich noch sprechen werde.
Und tatsächlich waren sie, seltsam genug, ein weiteres Beispiel für überlappende Gene.
Und durch die Untersuchung dieser Proteine konnte auch der modifizierte genetische Code verifiziert werden,
der in Mitochondrien zu finden ist.
Die anderen Gene, die hier in Grün und Blau gekennzeichnet sind, wurden von anderen identifiziert,
größtenteils von Giuseppe Attardi am Caltech.
In den 1960er Jahren hatten Forscher mithilfe der Elektronenmikroskopie die Innenmembranen von Mitochondrien untersucht,
wo sich diese 13 Proteine alle befinden.
Und das wurde negativ gefärbt … negativ gefärbt.
Und so konnten sie erkennen,
dass die Membranen in Strukturen eingehüllt waren - eine ist hier zu sehen - die sie Lollypops nannten.
Es gab also einen Kopf und der Kopf wurde mit einem Stift an der Membran festgehalten.
Der amerikanische Biochemiker Efraim Racker wies nach,
dass es sich hierbei um die ATP-synthetisierenden Komplexe handelte,
die an der Erzeugung von ATP im Mitochondrium beteiligt sind.
Nun, auch Henri Matisse kannte schon Mitochondrien.
Die Dame, die uns dieser Tage durch die Ausstellung geführt hat, hat eine andere Geschichte dazu erzählt.
Aber dies sind ganz offensichtlich Mitochondrienmembranen.
Und das hier sind ATP-Synthase-Komplexe.
Und das hier ist ein anderes Bild des Mitochondriums, dieser lollypop-artigen Strukturen.
Es wurde kürzlich von einer Gruppe in Groningen erstellt.
Und hier sieht man, dass diese Lollypop-Strukturen in Paaren angeordnet sind.
Die Strukturpaare bilden lange Reihen.
Und heute wissen wir, dass sich diese Reihen um die Ränder der mitochondrialen Cristae herum ausdehnen.
Und genau diese Verbundstrukturen geben den Innenmembranen der Mitochondrien ihre stark eingestülpte Form.
Wenn man die Dimerisierungsfähigkeit dieser Komplexe entfernt, geht die Kristallstruktur im Innern der Mitochondrien verloren.
Die nächsten 20 Jahre habe ich mich dann damit beschäftigt,
eine Struktur dieses Komplexes auf Molekülebene zu entwickeln, größtenteils durch Röntgenkristallographie.
Und natürlich mussten wir die Proteinsequenz identifizieren, die gesamte Proteinsequenz, die Gene,
verschiedene Teile kristallisieren und ihre Strukturen mit Röntgenkristallographie aufklären.
Dieses Bild hier basiert auf mehr als 30 hochauflösenden Strukturen, die wir im Laufe der Jahre aufgeklärt haben.
Das hier ist der katalytische Teil, wo das ATP erzeugt wird.
Sie sehen, wie sich diese Übergangsstelle öffnet und schließt.
Sie öffnet sich und dann wird der Wechsel zwischen Öffnen und Schließen durch die Rotation dieser zentralen Achse gesteuert.
Das hier ist die Innenmembran des Mitochondriums.
Und durch diese Membran fließt eine Spannung, die manchmal als Protonengradient bezeichnet wird.
Minus 200 Millivolt.
Diese Spannung sorgt für die Rotation.
Ich will das noch detaillierter erläutern.
Das hier ist die periphere Verbindungsachse.
Und sie verbindet die Außenfläche der katalytischen Domäne mit diesem Teil hier unten.
Und das alles hier ist statisch.
Das ist der Stator im Verhältnis zum blauen Rotor.
Und Sie werden bemerkt haben, dass wir zwar ausgezeichnete Details für den Großteil dieser Struktur in dieser Region hier haben,
hier diese Detailinformationen aber fehlen.
Und seit mehreren Jahren ist es mein Bestreben, diese Informationen zu erhalten.
Denn dies ist ein entscheidender Teil des Enzyms,
da an dieser Schnittstelle zwischen dem grünen Protein und den Rotationsringen in irgendeiner Weise das Drehmoment erzeugt wird.
Das Enzym wandelt also die durch die Membran fließende Spannung in diese Drehbewegung um.
Und die Drehbewegung sorgt dafür, dass der katalytische Teil ADP und Phosphat bindet und in ATP umwandelt.
Und jeder von Ihnen wird heute über diesen Prozess 60 Kilogramm ATP in seinen Mitochondrien erzeugen.
Das ist also wirklich ein gewaltiger Prozess.
Das ist eine außerordentlich effiziente Maschine.
Ich habe die Umdrehung verlangsamt.
In Wirklichkeit liegt sie irgendwo zwischen 500 und 1000 Mal pro Sekunde.
Da wird also eine riesige Menge ATP in Ihren Mitochondrien ausgespuckt.
Unser Beitrag war also die strukturelle Charakterisierung.
Aber es wurden auch bedeutende biophysikalische Experimente von Kinosita, Yoshida und Noji in Japan durchgeführt.
Mithilfe der von uns aufgeklärten Strukturen haben sie zunächst diese Chimäre entwickelt.
Das hier ist der katalytische Teil, genau umgekehrt zu dem, was ich Ihnen gezeigt habe.
Und hier ist der zentrale Teil des Rotors.
Diese Wissenschaftler haben ein Aktinfilament aus dem Skelettmuskel der Maus befestigt und dann ATP zugegeben.
Das Filament ist groß genug, um es in einem Fluoreszenzmikroskop zu erkennen.
Sie haben das Filament fluoresziert und konnten so die Rotation beobachten.
Und das war der direkte Nachweis des Rotationsmechanismus,
den wir auf der Grundlage der Analyse unserer Strukturen vermutet hatten.
Und später haben sie in jüngeren Varianten dieses Experiments das Aktinfilament durch Goldkügelchen ersetzt.
Und hier sehen Sie wie … das hier ist maßstabsgetreu.
Sehen Sie, wie groß das Kügelchen im Verhältnis zu dieser kleinen biologischen Maschine ist.
Aber die kann dieses Kügelchen mit Geschwindigkeiten von rund 150 pro Sekunde drehen.
Das hier ist eines ihrer Experimente.
Dies ist das Aktinfilament, das wie ein Propeller rotiert.
Und diese Rotation hängt von der ATP-Hydrolyse ab.
In diesem Experiment ist ATP der Treibstoff.
Und man beobachtet die hydrolytische Rückkopplung.
Im synthetischen Sinne erfolgt die Rotation entgegengesetzt, wenn das Enzym ATP erzeugt.
Und das wird durch die Spannung von -200 Millivolt quer durch die Innenmembran gesteuert.
Wie sieht es nun mit der Aufklärung der restlichen Struktur aus?
Sie haben in den letzten Tagen viele wunderbare Vorträge gehört, in denen verschiedene Strukturen beschrieben wurden,
die größtenteils durch die Züchtung von Kristallen solcher Proteine
und die Darstellung der Strukturen in atomarer Auflösung durch Röntgenkristallographie beschrieben wurden.
Derzeit etabliert sich eine weitere Methode
und in den nächsten ein oder zwei Jahren
werden wir wahrscheinlich einige spektakuläre Strukturen auf atomarer Ebene zu sehen bekommen,
die mit Hilfe dieses Verfahrens, der Kryo-Elektronenmikroskopie, möglich werden.
Sie haben eine Erklärung darüber gehört.
Aber ich möchte das noch einmal wiederholen.
Hier in diesem oberen Teil gibt es Partikel gereinigter ATPase-Komplexe,
die in einer Öffnung eines Elektronenmikroskopgitters aus Kohlenstoff in Glaseis eingefroren wurden.
Und der Kontrast reicht aus, diese Partikel zu erkennen.
Dann nimmt man sie, wie in diesen Feldern hier abgebildet, und klassifiziert sie in diese verschiedenen Gruppen hier.
Das hier sind also unterschiedliche Ansichten, unterschiedliche Aspekte des ATPase-Komplexes.
Und diese spezielle Gruppe … diese periphere Verbindungsachse befindet sich links.
Und diese Gruppe hier befindet sich rechts.
Und diese Gruppe hier ist hinter der Rückseite versteckt.
Aus diesen Informationen kann man ein dreidimensionales Modell erstellen.
Und man kann … und mit ausreichend hochwertigen Informationen erreicht man atomare Auflösung.
Und so funktioniert das: Hier oben sehen Sie die dreidimensionale Ente.
Man erfasst unterschiedliche zweidimensionale Ansichten, die man dann in 2D-Fourier transformiert.
Und das kann man dann in eine 3D-Fourier-Transformation des Objektes umwandeln.
Und dann erfolgt eine Rückumwandlung.
Und so hat man die Struktur des Originalbildes aufgeklärt.
Wir haben diese Struktur von 2010 bis 2012 in Zusammenarbeit mit einem früheren Studenten, John Rubinstein,
der in Toronto ist, auf den ATPase-Komplex angewandt.
Und daraus sind diese Aufnahmen mit einer Auflösung von 17 Angström entstanden.
Das mag bescheiden klingen, enthält aber in Wirklichkeit eine Menge Informationen.
Den mittleren Teil kannten wir natürlich, die Atomstruktur und den grünen Teil unterhalb der Mitte auch.
Aber diese blauen Teile hier waren neu.
Das waren neue Informationen.
Zwar bei bescheidener Auflösung, aber es waren neue Informationen.
Und das war unglaublich viel Arbeit.
Das hat zwei Jahre gedauert.
Dazu musste man 60.000 dieser Partikel manuell aufnehmen und sie in Klassen zusammenführen
und diese Struktur auf diese Art und Weise aufklären.
Aber jetzt gibt es Fortschritte in der Kryo-Elektronenmikroskopie.
Jetzt ist es möglich, atomare Auflösungen von Protein-Komplexen mit über 200 kDa zu ermitteln.
Und diese Zahl wird ständig auf noch geringere Molekulargewichte heruntergedrückt.
Und die Tatsache, dass … der Unterschied liegt in der Entwicklung neuer Detektoren für Elektronen,
mit denen man im Elektronenmikroskop zu tun hat.
Sie sind besser geworden.
Sie entdecken die Elektronen direkt, während die früher eingesetzten Detektoren die Elektronen indirekt erkannten.
Die Elektronen erzeugten Licht und man entdeckte das Licht.
Und dies hat zur Folge, dass man inzwischen ein wesentlich besseres Signal-Rausch-Verhältnis erreicht hat
und eine viel schnellere Datenerfassung möglich wurde, sodass man die Bilder in einem Film erfassen kann.
Und…Steven Chu hat darauf in seinen Experimenten Bezug genommen, von denen er gestern berichtete.
Durch eine derartig schnelle Erfassung der Bilder reduziert man das Problem, das die Bilder so unscharf erscheinen ließ,
nämlich den Einfluss der Elektronen auf die Proteinen-Komplexe, der sie in Bewegung setzte.
Wenn man die Bilder schnell macht, wird dieser Effekt reduziert.
Und natürlich reduziert man die Möglichkeit mechanischer Bewegungen, die aus der Bewegung des Mikroskops selbst stammen.
Und gleichzeitig sind, wie üblich, weitere große Verbesserungen in den computergestützten Berechnungsmethoden möglich geworden.
Und so haben wir vor einigen Wochen 10.000 Partikel aus einer ATP-Synthase von einem Pilz erfasst.
Es handelt sich um einen thermophilen Pilz mit der Bezeichnung Pichia angusta.
Und innerhalb von insgesamt nur zwei Wochen konnten wir nach Reinigung des Enzyms, wie links zu sehen,
der Erfassung der Bilder, wie in der Mitte zu sehen, dieses Bild mit einer hervorragenden Auflösung computergestützt erstellen.
Dafür hätten wir früher zwei Jahre gebraucht.
Und wir haben wesentlich mehr Details in dieser Struktur.
Das Innere haben wir bisher noch nicht analysiert und interpretiert,
weil wir wissen, dass wir durch die Erfassung von noch mehr Partikeln – und das geschieht momentan –
das Ganze in einer noch viel höheren Auflösung erhalten.
Und das ist eine wirklich aufregende Entwicklung in der Strukturbiologie und das wird unzweifelhaft enorme Auswirkungen haben.
Etwas anderes, was wir im Laufe der Jahre gemacht haben, war der Vergleich der mitochondrialen Enzyme,
über die fast die gesamte strukturelle Arbeit erfolgt ist, mit bakteriellen Komplexen.
Es gibt viel weniger Strukturarbeit zu bakteriellen ATPase-Komplexen.
Aber man sieht, dass sie vieles gemein haben.
Es gibt einen Kern.
Die katalytischen Teile sind sehr ähnlich.
Die Rotorringe sind ähnlich.
Aber, wie Sie sehen, weisen sie unterschiedliche Zahlen von C-Proteinen im Ring auf.
Das ist keine Konstante.
Und das hat bedeutende Konsequenzen.
Ein A-Protein liefert den Signalweg für Protonen durch die Membran und ist an der Erzeugung der Drehbewegung beteiligt.
Und in beiden Fällen gibt es eine periphere Verbindungsachse, deren Zusammensetzung sich aber unterscheidet.
Der größte Unterschied ist, dass in den mitochondrialen Enzymen sechs zusätzliche Proteine in der Membrandomäne vorhanden sind,
die nichts mit der Bildung von ATP zu tun haben, aber von großer Bedeutung zu sein scheinen.
Das werde ich Ihnen am Ende dieses Vortrags erläutern.
So wird nach unserer Kenntnis die Rotation erzeugt.
Hier ist das A-Protein, für das uns atomare Auflösungsdaten fehlen.
Wolfgang Junge hatte die Idee, dass es einen Halbkanal gibt,
der den Protonen den Zugang zu einer negativ geladenen Carboxyl-Gruppe ermöglicht.
Es gibt in jedem der C-Proteine, die den Ring bilden, ein negativ geladenes Carboxyl.
Und in diesem Modell befinden sich 12 C-Proteine im Ring.
Und hier ist das Carboxyl negativ geladen.
Das Proton tritt über den Halbkanal ein, neutralisiert es, macht es hydrophober
und deshalb bewegt sich das neutralisierte Carboxyl einfach durch die Brownsche Bewegung in diese Position
und sorgt für eine weitere negative Ladung.
Ein weiteres Proton dringt ein und durch dieses schrittweise ablaufende Muster werden die Protonen um den Ring transportiert,
bis sie diese hier abgebildete Stelle erreichen, wo die Eigenschaften dieses Teils der Übergangsstelle dafür sorgen,
dass das Carboxyl reionisiert, die negative Ladung regeneriert
und das Proton auf der anderen Seite der Membran über die andere Kanalhälfte freigesetzt wird.
Wenn es in diesem Ring 12 C-Proteine gäbe, die eine 360-Grad-Rotation erzeugen, bräuchte man 12 Protonen.
Und da dieser Rotor an der Verbindungsachse befestigt ist, die ich Ihnen bereits zeigte, die blaue Verbindungsachse,
die sich im katalytischen Teil dreht, und da der katalytische Teil drei katalytische Stellen umfasst,
werden bei jeder Rotorumdrehung hier oben drei ATP-Moleküle erzeugt.
Und deshalb würde man in diesem Fall für die Erzeugung eines ATP-Moleküls 12 benötigen.
Die Symmetrie des Rings, geteilt durch 3.
Das wären 4 Protonen pro ATP.
Es ist also diese Ringsymmetrie, geteilt durch 3, die den Aufwand ergibt.
Der spielt für die Bioenergetik eine sehr bedeutende und zentrale Rolle, dieser Aufwand für die Erzeugung von ATP-Molekülen.
Für alle war es dann eine Riesenüberraschung, als sich herausstellte,
dass die unterschiedlichen ATPasen von unterschiedlichen Spezies unterschiedliche Ringsymmetrien aufweisen.
Und wir wissen aus unserer Arbeit,
dass die ATPasen in Metazoen von Menschen bis hinunter zu Schwämmen, Porifera, Ringe mit 8-facher Symmetrie aufweisen.
Hefe hat die 10-fache Symmetrie.
Und die Eubakterien,
die eubakteriellen Ringe – wie größtenteils in Frankfurt nachgewiesen – haben eine 10- bis 15-fache Symmetrie.
Und der Spinat-Chloroplast hat einen ATPase-Komplex mit 14-facher Symmetrie.
Und daraus kann man ableiten, dass der Aufwand, also die Anzahl der Protonen pro ATP, in Metazoen bei 2,7 liegt
und in Hefe bis zu 3,3 hochgeht und dann bis zu 5 Protonen per ATP in einigen Eubakterien.
Was bedeutet das?
Wenn man die Strukturen dieser Rotorringe betrachtet … sie sind im selben Maßstab im Querschnitt dargestellt...
Dies ist unser menschlicher Ring, der rotiert und 2,7 Protonen für die Herstellung jedes ATP benötigt.
Und das hier ist beispielsweise ein Ring, der im Cyanobacterium Synechococcus gefunden wurde.
Der hat die 15-fache Symmetrie.
Dieser Organismus braucht 5 Protonen für jedes ATP.
Er ist also wesentlich ineffizienter als die metazoische Maschine.
Und warum hat sich dieser Situation so entwickelt?
Wir denken, dass hängt damit zusammen, dass es in den metazoischen Mitochondrien dieses sehr großes Membranpotenzial gibt,
minus 200 Millivolt, das diesen Ring antreiben kann,
während diese Organismen unter relativ ärmlichen energetischen Umständen leben.
Sie erzeugen ein geringeres Membranpotenzial.
Und deshalb besteht der Preis, den sie zu zahlen haben, in der Umdrehung eines größeren Rings, um 3 ATP-Moleküle zu bilden.
Diese Maschine fährt also in einem niedrigen Gang und diese in einem hohen Gang.
Und das hier ist der höchste beobachtete Gang.
Ich denke, es ist der höchste Gang, der in der Biologie existiert.
Das ist ein Aspekt, in dem sich die ATPasen von Menschen und Bakterien unterscheiden.
Und wir wollen das herausfinden,
weil der ATPase-Komplex tatsächlich eine sehr gute Target-Struktur für die Entwicklung neuer Antibiotika
und neuer Arzneimittel sein dürfte.
Alice Zong, eine Studentin von mir, sitzt im Publikum.
Sie hat die Enzymstruktur des Mycobacterium Smegmatis aufgeklärt,
um neue Medikamente zur Bekämpfung der Tuberkulose entwickeln zu können.
Eine weitere Weise, in der sich bakterielle und menschliche Enzyme voneinander unterscheiden,
ist die Art ihrer Regulierung.
Und ich rede nur über die Regulierung der mitochondrialen Enzyme.
Aber zunächst muss ich sagen, dass sicherlich viele Proteine strukturiert sind.
Sie haben Alpha-Helices, Beta-Faltblätter usw.
Aber es gibt eine weitere Klasse von Proteinen, die in den letzten Jahren in den Vordergrund getreten ist.
Und das sind intrinsisch ungeordnete Proteine.
Die gibt es.
Und die haben keine sekundäre Struktur.
Und sie weisen gemeinsame Merkmale auf.
Sie sind oft hitzestabil, haben eine große Zahl an Ladungsresten, einige massive Reste.
Viele von ihnen sind an Regulierungsmechanismen beteiligt.
Und oft binden sie an mehr als einen Partner.
Sie können also mehr als eine Struktur bilden, abhängig davon, mit welchem Protein sie interagieren.
Und es hat sich herausgestellt,
dass die inhibitorische Region des regulierenden Proteins für die ATPase – sie wird als Inhibitor von F1 ATPase, IF1 bezeichnet –
intrinsisch ungeordnet ist.
Und dieses Protein ist hitzestabil, hat eine riesige Zahl von Ladungsresten.
Einige massive Reste.
Seine Unordnung ist vorhersagbar und was am wichtigsten ist:
Sein kernmagnetisches Resonanzspektrum zeigt, dass es sich in der Tat um ein ungeordnetes Protein handelt.
Das war ziemlich überraschend, weil wir einige Jahre vorher eine Struktur des Inhibitor-Proteins aufgeklärt hatten,
das im ATPase-Komplex gebunden ist.
Das ist der blaue Rotor hier in der Mitte.
Und das ist eine Schnittstelle, eine der drei katalytischen Schnittstellen.
Und diese Alpha-Helix, die Sie hier sehen, hat sich selbst an dieser Schnittstelle eingefügt und die Maschine gestoppt.
Das kann man sich so vorstellen, als wenn man einen Stock zwischen die Speichen eines sich bewegenden Fahrrades hält.
Man steckt den Stock herein, die Drehung stoppt.
Und genau das passiert mit der ATPase.
Und um diesen Inhibitor-Komplex zu bilden, muss man 2 ATP-Moleküle hydrolysieren.
Die Theorie war oder ist, dass sich bei einer Anoxie, beispielsweise während einer ischämischen Herzattacke,
der Protonengradient aufgrund der einsetzenden Glykolyse auflöst.
Dadurch würde das Enzym dann beginnen, rückwärts zu laufen.
Es würde das erzeugte ATP zerstören.
Aber dieses Protein wird durch einen Mechanismus aktiviert, den ich hier nicht beschreibe,
der normalerweise untätig ist und dann eingreift, um die Rückreaktion zu stoppen.
Und wenn man den Protonengradienten wiederherstellt, erneut die Bedingungen herstellt,
unter denen Sauerstoff vorhanden ist, erfolgt die Drehung in umgekehrter Richtung und wird der Inhibitor entfernt.
Und das ist aus Enzymperspektive eine bemerkenswerte Eigenschaft eines unidirektionalen Inhibitors.
Er verhindert nur die ATP-Hydrolyse und nicht die Synthese.
Gerade ist es uns gelungen, Strukturen aufzuklären, bei denen 3 Inhibitor-Proteine an den Komplex gebunden sind.
Wir hatten sehr große Überschüsse an Inhibitoren mit spezifischen Mutationen, die ich nicht beschreiben möchte.
Und was wir sehen konnten … wenn man sich also vorstellt, dass das Inhibitor-Protein in freier Lösung vollständig ungeordnet ist,
beginnt es, sich über die am weitesten geöffnete dieser drei katalytischen Schnittstellen,
über die sogenannte leere E-Schnittstelle an den ATPase-Komplex zu binden.
Und dann beginnt sich dieser kleine Kern einer Alpha-Helix zu bilden.
Der Rotor dreht um den 120-Grad-Schritt und wird dabei von der Hydrolyse des ersten ATP angetrieben.
Die Stelle schließt sich.
Und Sie erkennen, dass der Aspekt, auf den wir schauen, dass sich der Rotor verändert hat.
Und jetzt kann sich die Helix selbst ausdehnen und eine etwas längere Helix bilden.
Und dann erfolgt ein weiterer 120-Grad-Schritt, die Drehung des Rotors, der durch die Hydrolyse des zweiten ATP angetrieben wird.
Und jetzt kann der Inhibitor seine Struktur auf die Struktur erweitern, die wir in der Vergangenheit beobachtet hatten.
Das ist eine schöne Beobachtung, die für viele unerwartet war - dass man nämlich in der Lage sein würde,
sich faltende Zwischenprodukte von intrinsischen Inhibitor-Proteinen beobachten zu können.
Und das ist … dieses Papier wurde gestern von der PNAS angenommen.
Jetzt möchte ich Ihnen etwas über eine andere extrem wichtige Weise der Entkopplung der ATPase erzählen.
Und die erfolgt durch etwas, was als Permeabilitätstransitionspore bezeichnet wird (PTP).
Das Phänomen der Permeabilitätstransition ist seit über 30 Jahren bekannt.
Es gab aber keine molekulare Erklärung dafür.
Lassen Sie mich das erläutern.
Also links … links können Sie vergessen.
Das ist eine Darstellung der Apoptose, die, wie Sie wissen, zum Zelltod führt.
Rechts wird dargestellt, wie man sich die Auslösung einer Nekrose vorstellt, einer anderen Form des Zelltods.
Angenommen wird, dass als Reaktion auf verschiedenartige Belastungen Calcium freigesetzt wird.
Es könnte reaktiver Sauerstoff sein.
Es könnten viele Dinge sein.
In diesem Fall wird Sauerstoff … Calcium-Ionen aus dem endoplasmatischen Retikulum ins Cytoplasma freigesetzt.
Unter diesen Bedingungen werden die Calcium-Ionen von Proteinen in den Innenmembranen der Mitochondrien
in die Matrix der Mitochondrien aufgenommen.
Und dieser Einstrom von riesigen Calcium-Mengen hat den Effekt, eine Pore zu eröffnen,
die als mitochondriale Permeabilitätstransitionspore bezeichnet wird.
Und die wird durch ein Protein reguliert, das Kurt Wüthrich gestern erwähnt hat,
Cyclophilin D, an das Cyclosporin A bindet.
Cyclosporin A verhindert also tatsächlich die Öffnung dieses Kanals.
Und man geht davon aus, dass dieser Kanal, ein sehr großer Kanal, Moleküle von bis zu 1,5 kDa freisetzt.
Das schöpft den Inhalt der Mitochondrien-Matrix ab.
Wasser strömt ein.
Die Mitochondrien schwellen an und zerbersten.
Und das löst den Zelltod durch Nekrose aus.
Solche Phänomene sind gut untersucht und bekannt.
Und die Frage war: Was ist die mitochondriale Permeabilitätstransitionspore?
Diese Veröffentlichung ist vor zwei, drei Jahren in der Nature erschienen.
Dort wird beschrieben, dass die Permeabilitätstransitionspore aus dem Dimer eines Transportproteins besteht,
das als Adenin-Nukleotid-Transporter bezeichnet wird.
Seine Funktion besteht darin, das in der Matrix erzeugte ATP zu entfernen und es nach außen zu befördern,
um es dem Rest der Zelle zur Verfügung zu stellen und auf dem Rückweg ADP mitzubringen.
Nach diesem Modell setzt sich der Kanal aus zwei dieser Proteine und zwei anderen Proteinen in der Außenmembran zusammen,
die als spannungsabhängiger Anionenkanal bezeichnet werden.
Und das ist total falsch.
Denn die Permeabilitätstransitionspore befindet sich tatsächlich innerhalb der Membrandomäne des ATPase-Komplexes.
Was wir in den letzten 18 Monaten mithilfe von RNAi in humanen Zellen gemacht haben,
ist die Entfernung jedes der Proteine in der peripheren Verbindungsachse, jedes dieser Proteine, die C-Proteine,
und dann mit einem anderen Verfahren, auf das ich nicht eingehe, die A-Proteine und auch die Gamma-Proteine.
Wir haben die alle nacheinander entfernt und beobachtet, welchen Effekt das auf die Öffnung der Permeabilitätstransitionspore hat.
Die Entfernung dieses Proteins hatte keine Wirkung.
Dieses hatte keine Wirkung, dieses hatte keine Wirkung, dieses hatte keine Wirkung, keine Wirkung, keine Wirkung.
Wichtig aber waren e, f, g DAPIT 6.8 Proteolipid und B.
Das sind die so genannten überzähligen Proteine.
Jedes von ihnen scheint eine Transmembranhelix zu haben.
Wir wissen nicht wirklich, wie viele Kopien von jedem vorhanden sind.
Das versuchen wir derzeit festzustellen.
Wir wissen nicht, in welche Richtung sie orientiert sind.
Ist der N-Terminus nach innen oder nach außen gerichtet?
Auf jeden Fall wird, wenn eines von ihnen unterdrückt wird, dieser Permeabilitätsübergang entfernt.
Wir wissen aber immer noch nicht genau, was die Pore ausmacht,
weil man bei einer Unterdrückung von E auch G aus dem ATPase-Komplex verliert und umgekehrt.
Und ähnliche Verbindungen gibt es zwischen diesen beiden Proteinen.
Wir können also heute nicht genau sagen, was das ist.
Unsere Schlussfolgerungen lauten deshalb, dass diese Proteine beteiligt sind.
Und A und C sind nicht beteiligt.
Jetzt wollen wir die exakte Struktur dieser Pore bestimmen.
Wir wollen Inhibitoren finden, die enormes medizinisches Potenzial enthalten.
Und so haben meine Bemühungen um diesen Enzymkomplex
seit nunmehr 35 Jahren einige weitere Fragen für Sie als junge Nachwuchswissenschaftler hinterlassen.
Wählen Sie Ihr Thema gut.
Sie werden auf jeden Fall Durchhaltevermögen benötigen, wenn Sie ein Problem wie dieses lösen wollen.
Und natürlich braucht jeder auch etwas Glück.
Und dann werden Sie sich vielleicht irgendwann in Stockholm wiederfinden, wie wir 1997.
Das sind also Paul Boyer, Jens Skou und ich, die Nobelpreisträger für Chemie.
Und wenn Sie genau hinschauen, werden Sie hier an der linken Seite Steven Chu erkennen, der seinen Preis für Physik erhalten hat.
Vielen Dank.
Applaus