Eines der ersten Dinge, die mir Freunde nahelegten, als ich den Nobelpreis erhielt, war,
dass ich unbedingt zu den Lindauer Treffen kommen sollte.
Und das tue ich jetzt seit 30 Jahren und es ist jedes Mal wieder eine wundervolle Erfahrung.
Ich treffe alte und neue Kollegen und natürlich all die jungen Studenten.
Ich rede hier heute über die synthetische Biologie.
Und das bedeutet für jeden etwas anderes.
Für mich bedeutet das: Wenn man in seiner Arbeit chemisch synthetisierte Gene oder DNA einsetzt,
ist man im Wesentlichen ein „Synthetischer Biologe“.
Das ist in etwa so wie die Tatsache, dass man früher als Molekularbiologe galt, wenn man mit DNA und RNA arbeitete.
Das ist also eine sehr einfache Art, es auszudrücken.
Eine ausführlichere Definition von synthetischer Biologie bezeichnet sie als das Forschungsfeld,
das sich mit dem Design und der Herstellung von Genen und genetischen Codes aus chemisch synthetisierter DNA beschäftigt,
um Organismen mit neuen, verbesserten Funktionen herzustellen, die in der Natur noch nicht vorkommen.
Das Entscheidende an der synthetischen Biologie ist, dass man Dinge tun kann …
dass man nicht nur in der Natur vorkommende Bestandteile umgestaltet, sondern etwas Neues kreiert.
Ein Zweig der synthetischen Biologie ist die synthetische Genomik,
die schwerpunktmäßig ganze Genome oder Chromosomen umarbeitet und aktiviert, um neue „synthetische Zellen“ herzustellen.
Die synthetische Biologie postuliert in Analogie zu Computern,
dass das Genom einer Zelle das Betriebssystem ist und das Zytoplasma die Hardware.
Das DNA-Genom ist also einfach eine Software, die in einem 4-Buchstaben-Code, AGCT, geschrieben ist,
während sie bei einem Computer aus Nullen und Einsen besteht.
Das Zytoplasma ist die Hardware, auf der das Betriebssystem oder das Genom läuft.
Das Zytoplasma enthält also Teile, beispielsweise Ribosomen, Enzyme und Proteine, die erforderlich sind,
um die Information im Genom zu exprimieren.
Andererseits enthält das Genom die erforderlichen Informationen,
um das Zytoplasma und die Zellhülle zu erzeugen und sich selbst zu replizieren.
Also ist jedes ohne das andere wertlos.
Ohne die enormen Fortschritte in der Sequenzierung und der DNA-Synthese,
die in den letzten Jahrzehnten eingetreten sind, gäbe es keine synthetische Biologie.
Und das ist auch der Grund dafür, warum dieses Gebiet ein Forschungs- und Technologiefeld des 21. Jahrhunderts ist.
Wir sehen auf der Grafik hier, dass die Möglichkeit, eine DNA-Sequenz zu lesen,
tatsächlich ernsthaft um 1990 herum mit der Einführung der ersten halbautomatischen DNA-Sequenzierer begann.
Das war damals noch sehr teuer und man konnte nur begrenzte Datenmengen erzeugen.
Aber mit zunehmender Vollautomatisierung dieser Maschinen und wesentlich größeren Kapazitäten
sanken die Kosten für das Lesen der DNA kontinuierlich und in erheblichem Ausmaß.
Und als Anfang der 2000er Jahre hochparallele DNA-Sequenziermaschinen auf den Markt kamen,
sind die Kosten noch einmal rasant gesunken – bis hin zu dem Punkt heute, wo das Humangenom für 1.000 Dollar in Reichweite ist.
Auf der anderen Seite sind die Kosten für das Schreiben von DNA im Gegensatz zum einfachen Lesen,
beispielsweise die Synthese von Oligonukleotiden, nicht annähernd so dramatisch gesunken.
Aber ich denke, dass wir irgendwann, wenn die Ebene der Chips erreicht ist,
einen wesentlich deutlicheren Kostenrückgang erleben werden.
Das Schreiben von DNA-Sequenzen, beispielsweise die Gen-Synthese,
ist bereits um rund zwei Größenordnungen preisgünstiger geworden, aber immer noch relativ teuer.
Und das begrenzt die Entwicklungsmöglichkeiten auf diesem Gebiet.
Was wir brauchen, sind eine preisgünstige DNA-Synthese und eine schnelle, exakte DNA-Synthese.
Das hier ist eine andere Möglichkeit, die Dinge zu betrachten.
Die blaue Kurve zeigt die Zunahme der Anzahl von Transistoren auf elektronischen Chips.
Das ist das Mooresche Gesetz, wonach sich die Anzahl der Transistoren alle 18 Monate verdoppelt.
Und diese Entwicklung zeichnet sich jetzt bereits seit vielen Jahren ab.
Andererseits zeigt das Lesen von DNA aufgrund der hochparallelen neuen Sequenzierer einen wesentlich schnelleren Verlauf.
Und selbst das Schreiben von DNA übertrifft die Geschwindigkeit des klassischen Mooreschen Gesetzes.
Darüber hinaus nehmen die DNA-Größen, die erzeugt werden können, ständig zu.
Die derzeit größte synthetische DNA ist etwa 1 Megabase groß.
Die Stärke der synthetischen Biologie besteht darin, dass man jede DNA-Sequenz synthetisieren kann.
Die älteren gentechnischen Methoden, die mit Restriktionsenzymen, PCR und Oligonukleotid-Mutagenese arbeiten,
nutzen beispielsweise immer bereits in der Natur vorkommende Sequenzen.
Mit dem Ansatz der synthetischen Biologie kann man beispielsweise die Codon-Sequenz eines Gens so anpassen,
dass sie zu den Codon-Frequenzen in Coli oder so passt.
Man könnte das chemisch synthetisieren und hätte dann eine Sequenz, eine DNA-Sequenz,
die nirgendwo sonst in der Natur vorkommt.
Mit den älteren technischen Methoden ist so etwas nicht möglich.
Das ist also wirklich ein sehr leistungsstarkes Konzept.
Allerdings arbeiten wir nach wie vor größtenteils mit dem, was uns die Natur gegeben hat,
also Genen, Promotoren, Ribosomenbindungsstellen – und ich rede insbesondere von einzelligen Organismen,
die heute der Hauptfokus sind – transkriptionelle Terminatoren, Operatoren und so weiter.
Die Gene selbst haben sich über Millionen von Jahren durch natürliche Selektion entwickelt.
Wir wissen noch nicht, wie wir am Computer ein neues Gen
oder eine Aminosäuresequenz mit einer Faltung in einer fest vorgegebenen Struktur,
ganz zu schweigen davon, mit einer spezifischen enzymatische Aktivität erfinden können.
Das ist Zukunftsmusik.
Und ich weiß nicht, wie fern diese Zukunft liegt.
Was Proteine betrifft, können wir höchstens bestehende Protein-Designs modifizieren.
Und das wird sicherlich durch die Möglichkeit vereinfacht, die DNA-Sequenz zu verändern, die für ein bestimmtes Protein codiert.
Wir sind also beim Hinzufügen, Entfernen, Verändern und Neuanordnen von DNA-Sequenzen
nach wie vor auf die Verwendung von Bestandteilen begrenzt, die grundsätzlich bereits vorhanden sind.
Ich finde es immer schwierig nachzuvollziehen, was Menschen erzählen,
wenn sie das nicht anhand eines Beispiels verdeutlichen.
Deshalb möchte ich hier einige Beispiele nennen.
Eines ist die Einführung von BioBricks, eine Idee, die vor rund 10 Jahren von Tom Knight am MIT entwickelt wurde.
Es gibt ein Register, auf das man online Zugriff nehmen kann
und aus dem man verschiedene Promotoren in bekannter Stärke wählen kann.
Oder es gibt ein riesiges Gen-Register, das man verwenden kann, und weitere andere regulatorische Elemente.
Und die werden dann geliefert.
Man verschickt tatsächlich die DNA oder die beteiligten Sequenzen.
Und man kann dann verschiedene logische Schaltungen aus diesen Elementen zusammensetzen.
Es hat sich auch eine Art von internationalem Wettbewerb unter Studenten entwickelt, der jedes Jahr stattfindet.
Bei diesem Projekt, das unter der Bezeichnung iGEM läuft, erhalten Studententeams Elementesätze in Verbindung mit der Aufgabe,
eine neuartige Schaltung zu entwickeln und diese in ein biologisches System,
zum Beispiel Coli einzubringen und nachzuweisen, dass sie eine bestimmte Funktion erfüllt.
Das ist inzwischen ziemlich populär geworden.
Ein anderes Beispiel ist das, was wir als Refaktorisierung bestehender Signalwege und Genome bezeichnen.
Dieser Begriff stammt aus der Welt der Software-Entwickler.
Dabei nimmt man beispielsweise einen Code, der vielleicht von Amateuren geschrieben wurde,
einen so genannten Spaghetti-Code, der für Außenstehende kaum zu verstehen ist.
Wenn man ihn aber refaktorisiert und – ohne die Ausgabe des Systems zu verändern
– in eine logischere Gruppe von Funktionen stellt, wird das als Refaktorisierung bezeichnet.
Die Refaktorisierung im biologischen System kann die Entwicklung verbessern,
indem Gene in einem logischeren und modulareren Muster angeordnet werden.
Hier ein Beispiel dazu: Dies stammt aus dem Labor von Chris Voigt beim MIT und wurde vor mehreren Jahren veröffentlicht.
Es ist ein klassisches Beispiel für die Refaktorisierung.
Er nahm das Gencluster für Stickstofffixierung von Klebsiella oxytoca, das rund 20 Gene enthält.
Es ist ein Cluster.
Nicht alle Gene im Cluster haben mit der Stickstofffixierung zu tun und die hat er entfernt und nur die Gene genommen,
die für die Stickstofffixierung relevant waren und sie mit für Coli geeigneten Codon-Frequenzen resynthetisiert.
Er hat nicht-codierende DNA entfernt, Transkriptionsfaktoren entfernt und im Wesentlichen die Codone randomisiert
– aber in einem adäquaten Muster.
Er hat dann 4 Operone gebildet, wogegen das Original-Cluster aus 7 Operonen bestand.
Er ergänzte eine synthetische Regulierung und noch einige steuernde und synthetische Schaltungen.
Das Ergebnis war eine wirklich logisch angeordnete Gruppe von Genen, die die Menschen verstehen können.
Und man kann das in einen Organismus einbringen, wenn man eine Stickstofffixierung erreichen möchte.
Man kann auch Genome unterschiedlicher Art, insbesondere virale Genome refaktorisieren.
Eines der ersten Beispiele dieser Art war die Refaktorisierung von T7-Phage.
Hier ist ein Beispiel für die Refaktorisierung von PhiX174.
Und da gibt es 6 überlappende Gene.
Man refaktorisiert das einfach dadurch, dass man das linear ohne Überlappungen anordnet.
Jetzt ist die Konstruktion von synthetischen Bakterien- und Hefegenomen ins Rampenlicht gerückt.
Unser Team hat ein komplettes bakterielles Genom synthetisiert und es in Hefe zusammengebaut
und es dann als DNA in einer Hefezelle vermehrt und in ein bakterielles Zytoplasma transplantiert,
um eine „synthetische Zelle“ zu erzeugen.
Erst vor einigen Monaten wurde ein Artikel darüber veröffentlicht,
dass das Chromosom 3 von Hefe komplett durch eine synthetische DNA ersetzt wurde.
Und man hat einige ziemlich drastische Veränderungen in der Sequenz vorgenommen und ihre Größe um rund 14% verringert.
Dies eröffnet die Möglichkeit, die Hefe-Chromosomen komplett zu erneuern.
Unsere Arbeit hat sich also in den letzten 10 Jahren auf das konzentriert, was wir das Minimalzellenkonzept nennen.
Uns interessiert der Einsatz der synthetischen Genomik für den Bau einer Minimalzelle,
die nur aus der zentralen Maschine des Lebens besteht.
Wenn man in der Natur existierende Bakterien betrachtet, so verfügen sie oft über ziemlich riesige Genome,
die aus mehreren Millionen von Basenpaaren bestehen.
Die zentrale Maschine, die für den Betrieb der Zelle benötigt wird,
macht einen sehr geringen Bruchteil dessen aus, vielleicht einige 100 Gene.
Ein Großteil der DNA ist durch verschiedene Adaptionsfunktionen besetzt,
die es den Zellen ermöglichen, sich in der Natur an verschiedene Gewebe anzupassen.
Wir wollen die gesamten adaptiven Funktionen entfernen und nur die Kernfunktionen verwenden.
Und wir wollen eine Minimalzelle mit diesen Kernfunktionen kreieren, damit wir hoffentlich endlich,
wenn wir das erreicht haben, besser verstehen, was das Leben ausmacht.
Richard Feynman hat den bekannten Ausspruch getan: „Was ich nicht erschaffen kann, kann ich nicht verstehen.“
Wir hoffen, dass wir das, was wir möglicherweise erschaffen, verstehen werden.
Unser Target für eine Minimierung ist Mycoplasma mycoides, das bereits in der Natur ...
das ist übrigens ein Krankheitserreger bei Ziegen … aber es ist eine kleine Zelle.
Man kann sie einfach im Labor kultivieren.
Und sie erzeugt auf einer Agarplatte Kolonien.
Sie kann völlig unabhängig wachsen.
Sie verfügt über alle Voraussetzungen für ein freies Leben.
Ihr Genom umfasst etwas mehr als 1 Million Basenpaare.
Es gibt 865 protein-kodierende Gene und 43 RNA-Gene.
Und sie wächst in einer respektablen Geschwindigkeit von 60 bis 70 Minuten Verdopplungszeit.
Wenn wir diese Zelle nehmen und versuchen, unnötige Gene zu entfernen und eine Minimalzelle zu konstruieren,
müssen wir drei Dinge können: Die erste Sache, die uns die meisten Sorgen bereitet hat, war die Frage,
ob es uns gelingen würde, das Genom chemisch zu synthetisieren,
es als freie DNA in ein Reagenzglas zu geben und es dann wieder zum Leben zu erwecken.
Wir mussten eine Methode entwickeln, es in ein rezeptives, kompatibles Zytoplasma einer Empfängerzelle zu transformieren
und eine Übernahme durch diese Zelle zu gewährleisten – einen Prozess, den wir als Transplantation bezeichnen.
Wir mussten zudem Methoden für den Bau riesiger DNA-Moleküle entwickeln.
Und drittens brauchten wir Methoden, um identifizieren zu können, welche Gene behalten und welche entfernt werden sollen.
Die Genom-Transplantation in unserem ursprünglichen Konzept … Ich glaube, dieses Darstellung ist ziemlich präzise.
Wir wollten nackte Spender-DNA-Genome nehmen – beispielsweise aus einer Mykoplasma-Spenderzelle extrahieren
oder vielleicht ein Extrakt aus Hefe – und diese mit Methoden, die der regulären DNA-Transformation ähneln,
in die Empfängerzelle einbringen.
Und durch Selektion beim Spendergenom ist nach einigen Generationen jeder Teil der Zelle, der vom Ursprungsgenom stammt,
ersetzt und es ist eine Zelle entstanden, die nur aus dem Spendergenom besteht.
Und alle Teile im Zytoplasma werden dann durch dieses Spendergenom spezifiziert.
Kurz zusammengefasst, lag der Schlüssel hier in der Fähigkeit,
die riesigen DNA-Moleküle intakt zu extrahieren
und sie irgendwie über die Empfängerzellmembran einzubringen und ihre Etablierung zu initiieren.
Wir nahmen also Empfängerzellen und sehr vorsichtig extrahierte Spender-DNA, kombinierten sie unter Zugabe von Polyethylenglycol,
was die Aufnahme erleichtert, und ließen sie dann eine Zeitlang auf der Platte wachsen.
Und nach ein oder zwei Jahren Arbeit gelang uns die Entwicklung eines Verfahrens,
das relativ robust ist und typischerweise mehrere 100 Transplantate ergibt.
Wir lernten, wie wir unser Mycoides-Genom mit Hilfe von Hefevektorsequenzen,
die wir in das Genom integrieren, in eine Hefezelle einbringen können.
Und dann fanden wir heraus, wie man die DNA intakt aus einer Hefezelle extrahiert und transplantiert.
Wir brauchten etwas Zeit, bis wir feststellten, dass die Methylierung in der Hefe verloren geht.
Und deshalb war das Genom der Restriktion durch den Empfänger ausgesetzt.
Aber wir überwanden dieses Problem auf 2 unterschiedlichen Wegen:
Wir entfernten die Restriktionssysteme aus der Empfängerzelle oder wir methylierten die DNA.
Beide Wege funktionierten.
So standen uns also wirksame Möglichkeiten zur Verfügung, die DNA, ein ganzes Genom, in das Reagenzglas zu bringen
und es zum Leben zu erwecken.
Gleichzeitig arbeiteten wir auch an der chemischen Synthese und dem Zusammenbau des gesamten Genoms.
Das geschah in mehreren Schritten, beginnend mit Oligonukleotiden, dem Bau von 1-Kilobase-Stücken,
die sich um 80 Basenpaare überlappten und deshalb zusammengeheftet werden konnten.
Und dann machten wir weiter mit 10-kb-Stücken, 100-kb-Stücken und schließlich mit dem kompletten Genom,
das in Hefe zusammengebaut wurde.
Die letzten 3 Schritte erfolgten in Hefe, die über ein sehr wirksames Rekombinationssystem verfügt,
das auf den Überlappungen eingesetzt werden kann, um Moleküle zusammenzubauen.
Jetzt komme ich zu dem Punkt, wie wir festgelegt haben, welche Gene wir entfernen und welche wir behalten wollten.
Wir haben dazu in einem hohen Maße einen Prozess entwickelt, der als globale Transposon-Mutagenese bezeichnet wird.
Bringt man ein Transposon, das einen Antibiotikaresistenzmarker trägt, in eine Zelle ein, springt es irgendwo in das Genom.
Wenn es in ein Gen eindringt, stört es dieses Gen und schaltet es aus.
Wenn es sich um ein essentielles Gen handelt, erhält man aus diesem speziellen Ereignis keine Kolonien.
Handelt es sich jedoch um ein nicht-essentielles Gen, erhält man Kolonien, die sich rückgewinnen lassen.
Und dann lässt sich die Einfügestelle durch Sequenzierung ermitteln.
Mit diesen von uns entwickelten Methoden konnten wir die Entwicklung eines Minimalgenoms starten,
es in Hefe bauen und zusammensetzen und es dann testen, um zu sehen, ob unser Design funktioniert.
Ist dies nicht der Fall, nehmen wir weitere Änderungen an der Schaltung vor.
Wenn wir etwas erhalten, das zwar einigermaßen, aber nicht sehr gut funktioniert, können wir Änderungen vornehmen
und diesen Zyklus von Entwickeln-Bauen-Testen immer weiter fortsetzen.
Zunächst möchte ich noch etwas über die Ergebnisse unserer Transposon-Mutagenese berichten.
Wir verwendeten Tn5, weil man … weil man Transposase kaufen kann.
Und so haben wir ein kleines Transposon konstruiert, das gerade ein puromycin-resistentes Gen hat,
flankiert von Terminatoren und 19 Basenpaare-Sequenzen, die für die Transposition erforderlich sind.
Wir nehmen diese DNA, die ungefähr eine Kilobase groß ist, und fügen stöchiometrische Mengen der Transposase zu,
die an die Enden bindet und es jetzt zu einem sehr aktiven Transposon macht.
Man verhindert ein Überspringen auf sich selbst oder eine andere DNA im Reagenzglas durch Ausschluss von…
indem man Magnesium ausschließt.
Aber wenn man es einmal in eine Zelle einbringt, ist es ein sehr aktives Transposon
und springt an irgendeine Stelle des Genoms in die Zelle.
Wir erstellten dann eine Bibliothek.
Wir brachten das Transposon in unser Mycoplasma mycoides, eine so genannte Wildtyp-Zelle, ein und ermöglichten seine Einnistung.
Dann plattierten wir das aus und erhielten typischerweise auf einer von mehreren Platten rund 80.000 Kolonien.
Zunächst entsteht jede Kolonie aus einer Zelle, in die eine einzige Transposon-Einschleusung irgendwo im Genom erfolgt ist.
Wächst die Kolonie, weiß man, dass man keinen essentiellen Teil des Genoms getroffen hat.
Wir fügen die Kolonien zusammen und erstellen das, was wir als Bibliothek 0 bezeichnen.
Aus einer Probe dieser Gruppe isolieren wir DNA.
Und eine andere Probe aus diesem Pool schleusen wir dann viermal durch, um rund 50 Verdopplungen zu erhalten.
Dahinter steht die Vorstellung, dass am Ende dieser 50 Verdopplungen nur die schnellwachsenden Zellen dominieren werden.
Mit anderen Worten: Wenn unser Transposon in ein Gen gesprungen ist, das absolut nicht essentiell ist,
taucht es in dieser letzten Bibliothek auf, die wir als Bibliothek 4 bezeichnen.
Wir nehmen diese Bibliotheken und wenden dann die inverse PCR an,
um die Verbindung zwischen den Enden des Transposons und der genomischen Sequenz zu ermitteln.
Hier ist eine 19-Basenpaare-Sequenz.
Und das hier ist eine genomische DNA.
So konnten wir die Einfügestellen der Transposonen herausfinden.
Und wenn man sie dann auf einer Genkarte abbildet … hier ist beispielsweise ein Cluster von Genen,
die offensichtlich nicht essentiell sind.
Wir verifizieren das, indem wir sie entfernen und nachweisen, dass die Zelle lebensfähig ist.
Diese Gene hier sind essentiell.
Diese beispielsweise sind an der Initiierung der DNA-Replikation beteiligt.
Und dann schaut man weiter.
Es gibt verschiedene Cluster von Genen, die nicht essentiell sind und einige wenige essentielle Genen enthalten usw.
Und das Ganze können wir dann in einer Excel-Tabelle katalogisieren.
Wir entdeckten drei verschiedene Arten von Mustern.
Hier ist eine Gen-CTP-Synthase ohne jeglichen Treffer.
Es gibt weder in Bibliothek 0 noch in Bibliothek 4 Transposonen.
Das ist ein essentielles Gen.
Hier ist ein Gen, das beide Bibliotheken betrifft, sodass es gut repräsentiert ist.
Es handelt sich um ein schnell wachsendes Knock-out-Exemplar, also ist es ein nicht essentielles Gen.
Und hier ist eines, das eine starke Trefferquote in der ersten Bibliothek hat, aber in der L4-Bibliothek ganz verschwunden ist.
Es wächst also langsam, ist beeinträchtigt.
Was immer dieses Gen macht, es ist nicht lebenswesentlich, sondern beeinträchtigt die Überlebensfähigkeit der Zelle.
Und so konnten wir unsere gesamten Gene klassifizieren und sie in diese riesige Gruppe nicht-essentieller Gene einordnen.
Hier sehen Sie den Kernsatz an essentiellen Genen.
Und hier sind die Gene, die beeinträchtigt sind.
Unser Design wird sich also auf diesen Satz von Genen konzentrieren.
Und so haben wir einfach alle Gene genommen, die wir behalten wollten und diese violetten Pfeile darüber angebracht.
Und die, die wir beseitigen wollen, sind die gelb markierten Bereiche.
Und wir reduzieren dann das Genom einfach, indem wir alle Gene zusammenstecken, die wir behalten wollen.
So haben wir ein Genom, das wir als reduziertes Genom-Design bezeichnen.
Es hat ungefähr die Hälfte der Größe des Originalgenoms.
Und hier sind die Größen der ... wichtig ist also, dass wir … die Designs werden auf 1/8-Abschnitten des Genoms hergestellt.
So können wir die Fehlersuche auf jeden einzelnen Abschnitt beschränken, wenn er nicht gut funktioniert.
Und hier sehen Sie eine relative Größe des Wildtyp-Genoms in unserem reduzierten Design.
Dann gingen wir zu unserer nächsten Phase über, die Synthese.
Und Dan Gibson hat in unserem Unternehmen Synthetic Genomics Inc.
automatisierte DNA-Synthetisierungsmaschinen entwickelt,
die relativ schnell jedes der 8 reduzierten Genom-Designelemente zusammenbauen können, die er dann nach Rockville schickt.
In San Diego sorge ich bzw.
sorgen wir für das Design und den Zusammenbau.
Getestet wird dann in Rockville.
Wir senden also die DNA-Elemente einfach dorthin.
Das ist in Kürze die 8-Elemente-Strategie.
Wir wollten jedes der einzelnen Elemente testen.
Deshalb kombinierten wir jedes reduzierte Element mit 7 Wildtyp-Elementen und testeten dann, ob das Genom überlebensfähig war.
Und es hat sich herausgestellt, dass alle 8 Elemente, die wir entwickelt haben, funktionieren.
Einige von ihnen ergeben eine Zelle, die etwas langsam wächst, aber sie sind alle durchaus lebensfähig.
Jetzt stellt sich die Frage, ob wir sie alle miteinander kombinieren können und dann im Grunde genommen fertig sind
und unser reduziertes Genom erhalten haben.
Die Antwort lautet: Nein.
Wir konnten sie nicht alle zusammensetzen, aber wir konnten verschiedene Gruppen davon zusammensetzen.
Hier haben wir beispielsweise eine Zusammensetzung von 2, 4, 6, 7 und 8
und damit erzeugen wir die Kolonien, die etwas langsam wachsen.
Warum funktioniert das nicht?
Wir denken, dass das mit unentdeckten funktionalen Redundanzen zusammenhängt.
Mit anderen Worten: Dies sind essentielle Funktionen, die … es kann also sein, dass Fragment 6 eine essentielle Funktion hat
und die Zelle, wenn man den Knock-out durch sich selbst initiiert, trotzdem okay ist,
weil die essentielle Funktion auch von einem Gen auf Segment 1 unterstützt wird.
Aber wenn man aber diese beiden ausschaltet … mit anderen Worten, wenn wir Segment 1 mit Segment 6 kombinieren,
wird die lebenswichtige Funktion abgeschaltet.
Und deshalb beschäftigen wir uns jetzt damit, diese wenigen Redundanzen herauszufinden und zu korrigieren.
Wir haben insgesamt 8 reduzierte Segmente entwickelt, die lebensfähig sind.
Sie funktionieren in mehreren verschiedenen Kombinationen.
Und wir hoffen, dass wir letztendlich eine Zelle erhalten, die keine Gene mehr hat,
die man ohne schwerwiegende Auswirkungen auf das Wachstum entfernen könnte.
Im besten Fall halten wir bei einer Verdopplungszeit, die nicht so weit vom Wildtyp entfernt liegt,
eine Reduzierung von 50% für möglich.
Und das Resultat wird ein Genom sein, das kleiner ist als jede frei lebende, in der Natur vorkommende Zelle.
Das ist unser Ziel.
Und zum Schluss die Frage: Was können wir mit so einer Minimalzelle anstellen?
Es gibt verschiedene Dinge.
Sehr interessiert sind wir daran, die Zelle sozusagen zu reorganisieren oder zu defragmentieren.
Die Zusammenführung aller Gene, die gemeinsame Prozesse…die an gemeinsamen Prozessen beteiligt sind,
würde dazu führen, dass man ein sehr verständliches Genom erhält.
Hier sind einige der Menschen, die an diesem Projekt gearbeitet haben.
Danke.
Applaus.