Guten Morgen allerseits und vielen Dank für die einleitenden Worte.
Ich beginne mit einem Foto meines Arbeitsplatzes.
Das ist das Max-Planck-Institut für Biophysik in Frankfurt, Deutschland.
Dort arbeiten mehr als 200 Mitarbeiter und sie alle beschäftigen sich mit dem Thema Membranproteine.
Membranproteine müssen also eine spezielle Bedeutung haben.
Auch an der Universität Frankfurt, in deren Nähe wir uns befinden, gibt es einen Forschungsschwerpunkt Membranproteine.
Wenn man eine Zelle eines höheren Organismus betrachtet, sieht man nur Membranen.
Die äußere Membran sehen Sie hier, Organellen, das ist das Lysosom.
Hier sehen Sie das endoplasmatische Retikulum, die Mitochondrien, den Golgi-Apparat und die Kernhüllenmembran.
Eine Besonderheit von Membranen ist, dass sie elektrisch dicht sind, also nicht zulassen,
dass … sie sind für Ionen und andere polare Substanzen undurchlässig.
Infolgedessen ist es unmöglich, elektrische Spannungen über Membranen hinweg aufzubauen.
Membranen sind eine Barriere.
Deshalb muss man Informationen und Substanzen durch die Membran schleusen.
Das sind im Groben die Funktionen.
Ohne Membranen würde kein Leben funktionieren.
Membranproteine sind die aktiven Bestandteile biologischer Membranen.
Und natürlich müssen sie den Transport von Substanzen durch die Membran katalysieren.
Dabei kann es sich um Proteine, Ionen oder Nährstoffe handeln.
Außerdem müssen Kataboliten entsorgt und Proteine exportiert werden.
Die Informationen müssen durch die Membran transportiert werden.
Es gibt Zentren - normalerweise werden sie als Signalrezeptoren bezeichnet -,
die das Signal übertragen, es durch die Mem¬bran hindurch verstärken.
Und zusätzlich erfolgt ein biologischer Elektronentransport.
Das ist nicht so wörtlich zu nehmen.
Aber es handelt sich um einen sehr wichtigen Membranenprozess für die Synthese und die Zellatmung.
Und einige Enzyme ...
einige Membranenproteine sind Enzyme.
Insbesondere, wenn das Trägermaterial hydrophob ist.
Auch ein Virus … wenn ein Virus in die Zelle eindringt, muss er zunächst mit Membranproteinen interagieren.
Und es ist natürlich von besonderer Bedeutung, dass ein Arzneimittel am ehesten auf ein Membranprotein einwirkt.
Und ich gehe noch weiter und sage, dass die meisten Krankheiten durch eine Dysfunktion,
eine Unter- oder Überstimulierung eines bestimmten Membranproteins verursacht werden.
Auch die Spezifität der Signalübertragung und der Interaktion spielt eine Rolle auf Membranebene,
aber auch auf der Ebene der Transkription, weil das maßgeblich dafür ist,
welches Membranprotein in einer speziellen Zelle erzeugt wird.
Und es gibt mehr als 1.000 membrangebundene Signalrezeptoren.
Im Vortrag von Brian Kobilka haben Sie von den GPCRs, den G-Protein-gekoppelten Rezeptoren, gehört.
Und davon sind in der Zelle mehr als 800 vorhanden.
Aber die Anzahl der Signalübertragungsketten, die vom Rezeptor zum Kern oder an eine andere Stelle führen, ist sehr begrenzt.
Wenn man in spätere Phasen der Signalübertragung pharmakologisch eingreift, besteht die Gefahr unerwünschter Nebenreaktionen.
Deshalb ist es am besten, auf Membranproteinebene zu interagieren.
Als Grundlagenwissenschaftler wollen wir die atomaren Strukturen verstehen.
Wir wollen die Position eines jeden Atoms eines Membranproteins kennen, um den Funktionsmechanismus zu verstehen.
Wer daran interessiert ist, Krankheiten zu heilen, widmet sich der rationalen Wirkstoffentwicklung.
Das macht auch die pharmazeutische Industrie.
Und eine ähnliche Technik ist das virtuelle Screening.
Dabei wird der Computer befragt, indem man ihm eine chemische Bibliothek zur Verfügung stellt,
und er meldet zurück, welche Verbindungen an eine Bindetasche des Proteins binden könnten.
Die Bedeutung der Membranproteine wurde vom Nobelpreiskomitee anerkannt.
Der erste Nobelpreis für Membranprotein wurde wohl Otto Warburg
in Form des Medizin-Nobelpreises für seine Arbeit über das Atmungsferment verliehen.
Danach erhielten Hans Deisenhofer, Robert Huber und ich den Preis für die erste Atomstrukturbestimmung eines Membranproteins.
Es war ein Reaktionszentrum der Photosynthese.
1996 erhielten Paul Boyer, John Walker und Jens Skou den Nobelpreis für ihre Arbeit über ATPasen.
Über diese Arbeit werden Sie später auch etwas von John Walker hören.
2003 erhielten Peter Arge und Roderick McKinnon den Nobelpreis für ihre Arbeit über Kaliumkanäle.
Und 2012 wurde Brian Kobilka für seine Arbeit über G-Protein-gekoppelte Rezeptoren ausgezeichnet.
Und ich denke, dass das nicht der letzte Nobelpreis für eine Arbeit über Membranproteine gewesen sein wird.
Zu meinen Anfangszeiten war in dem damals am häufigsten verwendeten Lehrbuch die Aussage zu lesen:
„Es ist unmöglich, Membranproteine zu kristallisieren.”
Ich gehöre zu den Menschen, die es als Herausforderung begreifen, wenn jemand ihnen sagt, dass etwas unmöglich ist.
Deshalb begann ich darüber nachzudenken, wie man Membranproteinkristalle herstellen könnte
und widmete mich eingehend diesem Thema.
Und um Ihnen das konkreter zu erläutern, zeige ich Ihnen hier die Grafik einer Membran.
Hier sind die Membranproteine.
Und das hier sind die Lipide.
Lipide bilden hier diese elektrisch dichte Schicht und das Membranprotein ist eingebettet.
Und was die Schwierigkeiten bei den Membranproteinen verursacht, ist eine hydrophobe Oberfläche hier,
wo sie mit einer Seitenkette der Lipide in Kontakt sind, während sie an den Stellen,
an denen sie in Kontakt mit den Phasen sind, polar sind.
Und deshalb muss man in übermäßigen Mengen Detergenzien oder teure Seifen zugeben, um die Membran aufzulösen.
Die Membran ...
die Detergens-Mizellen sehen so aus.
Wenn man die Lipide entfernt, erhält man eine Struktur wie diese hier,
die das Membranprotein ohne eine Detergens-Mizelle darstellt.
Auch die Lipide werden von den Detergens-Mizellen aufgenommen.
Und das ist dann die Situation, in der man mit der Reinigung des Membranproteins beginnt und versucht,
etwas über seine Funktion und seinen Mechanismus in Erfahrung zu bringen.
Wenn man darüber nachdenkt, wie man ein Membranprotein mit diesen Eigenschaften in der Form eines Kristalls anordnen könnte,
gibt es zwei Lösungen.
Man kann versuchen, zweidimensionale Kristalle in der Membranebene zu formen und man kann dann geordnete Stapel bilden.
Das habe ich immer für das Wichtigste gehalten.
Ich nenne dies den Typ 1.
Die leichter zugängliche Alternative ist der Versuch, das Membranprotein innerhalb der Detergens-Mizelle zu kristallisieren.
Dabei stützt man sich auf die polaren Kontakte zwischen den polaren Oberflächen der verschiedenen Membranproteine.
Es ist also das Membranprotein, das das Kristallgitter bildet.
Und die Detergens-Mizelle umschließt die hydrophobe Oberfläche des Membranproteins immer noch mehr oder weniger passiv.
Und man muss darauf achten, dass die Detergens-Mizelle nicht zu groß wird und eine Abstoßung entsteht,
sodass sich kein echtes Kristallgitter bilden kann.
Deshalb ist die Wahl des richtigen Detergens der wichtigste Schritt in dem Versuch, Membranproteinkristalle zu erzeugen.
Am Wichtigsten ist es dabei, ein Projekt zu finden, das zu den eigenen Vorstellungen passt.
Nach einigen Versuchen landete ich bei einer Zelle mit der Bezeichnung Rhodopseudomonas viridis.
Das ist ein Purpurbakterium.
Inzwischen hat man die Bezeichnung geändert und es heißt nicht mehr … es heißt jetzt Plastoglogus viridis.
Es ist voller Membranstapel und diese Membranstapel sind voller photosynthetischer Proteine.
Es ist also relativ einfach, erhebliche Mengen zu gewinnen, wie man sie für die Kristallisierung benötigt.
Und es ist auch ziemlich einfach, sie dann zu reinigen.
Und man erhält Farbänderungen, wenn dem Membranprotein die Bedingungen, unter denen man mit ihm arbeitet, nicht gefallen.
Nach ziemlich kurzer Zeit habe ich diese Art von Kristallen erhalten.
Sie sehen gut aus und sie haben erstaunlicherweise von Anfang an gute Brechungswerte.
Und an dieser Stelle möchte ich gerne etwas zur technologischen Entwicklung anmerken.
Es hat ungefähr 20 Stunden gedauert, um diese Fotografie mit Hilfe von Filmen aufzunehmen.
Heutzutage nutzt man ein Synchroton und dieses Foto entstand innerhalb von nur 5 Sekunden oder sogar in noch kürzerer Zeit.
Für die Erfassung eines Datensatzes habe ich 3 bis 4 Monate benötigt.
Heute dauert es nicht einmal eine Minute, um den Datensatz zu erfassen.
Das ist wirklich eine enorme Entwicklung, die alles beschleunigt.
Aber der Engpass ist nach wie vor, die Kristalle zu bilden.
Das ist uns gelungen, wie Sie hier sehen.
Hier sehen Sie die Struktur eines photosynthetischen Reaktionszentrums.
Das ist der Teil des Proteinkomplexes, der in die Membran integriert ist.
Hier sehen Sie die Photosynthese-Pigmente.
Hier werden die Elektronen für den primären Elektronendonor bereitgestellt.
Und hier sehen Sie ein mehr oder weniger ausgebildetes Gerüstprotein, das wichtig für den Bau des Reaktionszentrums sein kann.
Sie sehen hier ein raumfüllendes Modell.
Das Weiße hier sind Kohlenstoffatome.
Bei den meisten Atomen, die sich hier der Oberfläche nähern, handelt es sich tatsächlich um Kohlenstoffatome.
Dann sehen Sie noch eine Reihe von blauen Atomen, Stickstoffe.
Und jeder, der es gewohnt ist, sich solche Strukturen anzuschauen,
wird leicht erkennen, dass es einen Arginin-Rückstand gibt, einen Histidin-Rückstand und noch einen Lysin-Rückstand.
So haben wir hier also eine schöne Reihe von positiv geladenen Aminosäurerückständen,
die mit den Phosphaten der Lipide interagieren und das Membranprotein in vertikaler Ausrichtung positionieren können
- ein wichtiger Job.
Das hier ist eine Darstellung der Photosynthese-Pigmente.
Sie sehen hier den primären Elektronendonor, der aus zwei Chlorophyllen besteht.
Und dann erfolgt ein Elektronentransport von hier nach da, nach da, nach da
und dann parallel zur Membran von hier nach hier.
Die gesamte Struktur ist symmetrisch.
Das war eine Riesenüberraschung und völlig unerwartet.
Und jetzt konnte man weitere Membranen bestimmen … weitere Photosystemstrukturen.
Das ist das pflanzliche Photosystem I.
Und was ich Ihnen bei den Bakterienreaktionen gezeigt habe, ist einfach dieser zentrale Teil.
Und dann gibt es hier enorm viele lichtsammelnde Komplexe, die aus Chlorophyllen bestehen.
Das hier sind innere lichtsammelnde Komplexe und das hier äußere lichtsammelnde Komplexe.
Aber der Kern des Reaktionszentrums, der Kern des Photosystems, ist der gleiche.
Und das hier ist ein Vergleich des primären Elektronendonors des bakteriellen Reaktionszentrums.
Chlorophyll, Pheophytin und Quinon sind parallel zur Membran angeordnet.
Und dieselbe Grundstruktur findet sich im Kern von Photosystem I.
Und hier sehen Sie auch den primären Elektronendonor und dann gibt es hier einen Zweig,
der für den Elektronentransport benutzt wird.
Und das bedeutet auch, dass die Photosynthese nur einmal in der Evolution erfunden wurde,
aber das geschah bereits vor mehr als 300 Milliarden Jahren.
Und jetzt komme ich auf ein etwas anderes Thema zu sprechen – die Methodenentwicklung.
Die Methodenentwicklung hat in der Forschung einen hohen Stellenwert.
Wir haben versucht, Fragmente von monoklonalen Antikörpern für die Membranproteinkristallisierung zu nutzen.
Dahinter steckt die Idee, dass die Membranproteinoberfläche, die polar ist, durch Antikörperfragmente vergrößert werden kann.
Und dann könnte es wesentlich einfacher sein, Kristalle zu erzeugen.
Diese Idee hat tatsächlich funktioniert und Sie haben von Brian Kobilka gehört,
dass auch er diesen Trick zur Erzeugung großer Kristalle einsetzt, um gut geordnete Kristalle zu erhalten.
Wir haben das hauptsächlich in der Atmungskette eingesetzt.
Das ist der Bereich, in dem wir hauptsächlich arbeiten: die Atmungskette.
Hier sehen Sie Komplex I.
Hier sehen Sie eine Fumaratreduktase, die Komplex II ausmacht.
Hier haben wir Komplex III, den Cytochrom-bc1-Komplex.
Hier ist der Komplex IV, die Cytochrom-C-Oxidase und eine ATP-Synthase.
Und die Forschung ist hier weit fortgeschritten.
Inzwischen kennen wir die Grundstrukturen aller Komponenten.
Diese 3 Strukturen wurden tatsächlich von meinem Team in Frankfurt hergestellt
und diese und diese Strukturen in Cambridge in Großbritannien.
Auf diesem Gebiet gibt es einen netten, freundschaftlichen Wettbewerb zwischen Cambridge und Frankfurt.
Das hier sind Kristalle der Cytochrom-C-Oxidase aus einem Bodenbakterium, und im Wesentlichen ist das der Teil in der Membran.
Der Großteil befindet sich hier in der Membran und das ist das Antikörperfragment,
das an eine polare Oberfläche gebunden ist und die polare Oberfläche vergrößert.
Und wenn man sich das Kristallgitter anschaut, sieht man auch,
dass das Antikörperfragment hier tatsächlich diese Cytochrom-C-Oxidasen hat zusammenkleben lassen.
Es gibt keinen direkten Kontakt zwischen den Cytochrom-C-Oxidasen.
Alle Kontakte werden durch das Antikörperfragment hier vermittelt.
Dieser Trick hilft also.
Das ist zwar ziemlich mühsam, aber man hat eine gute Chance, letztendlich erfolgreich zu sein.
So, das war also die Methodenentwicklung.
Ich werde sehr oft gefragt: „Wie kriegt man einen Nobelpreis,
wenn Regierungen daran interessiert sind, Nobelpreise für ihr Land zu erhalten?"
Und dann sage ich immer, dass die direkteste Möglichkeit darin besteht, Methodenentwicklung zu betreiben,
weil alle wesentlichen Methoden, alle Leute, die wesentliche Methoden entwickelt haben, einen Nobelpreis erhalten haben.
Dafür gibt es hier viele Beispiele.
NMR, Elektronenmikroskopie oder DNA-Sequenzierung, alles das wurde mit einem Nobelpreis ausgezeichnet.
Wenn man also eine neuartige wichtige Methode erfindet kriegt man einen Nobelpreis, da bin ich ganz sicher.
Jetzt komme ich zu meinem Lieblingsthema, es sind die Cytochrom-C-Oxidasen.
Sie gehören zur Superfamilie der Häm-Kupfer-Terminaloxidasen.
Sie bauen molekularen Sauerstoff ab.
Dazu braucht man 1 Sauerstoffmolekül und 4 Protonen.
Sie alle kommen von innen.
Man braucht 4 Elektronen, die vom Cytochrom-C stammen.
Die werden zu Wasser geformt, 4 oxidierte Cytochrom-Cs.
Das passiert in der Cytochrom-C-Oxidase.
Und speziell ist hier, dass die Elektronen alle von außerhalb der Organelle oder des Bakteriums kommen und die Protonen von innen.
Aber zusätzlich hat die Natur einen Trick erfunden, um 2 bis 4 Protonen durch die Membran zu pumpen.
Das führt natürlich zur Erzeugung von elektrischer Spannung, dem sogenannten Membranpotenzial, und von pH-Kreatin,
aber das pH-Kreatin ist nicht so wichtig wie die elektrische Spannung.
Das ist also die Gesamtreaktion, die wir in unserer Forschung verstehen möchten.
Ich will aber nicht ins Detail gehen - zu kompliziert.
Hier ist der Stammbaum der Häm-Kupfer-Oxidase dargestellt.
Wir haben 3 Familien und deshalb arbeiten wir tatsächlich mit dem Bodenbakterium Paracoccus,
das den Säugetieren, der Bovin-Cytochrom-C-Oxidase sehr nahe ist.
Und seine Spaltung trat relativ spät auf.
Ich möchte Ihnen während des restlichen Vortrags auch etwas über Typ C, eine Art von Struktur zeigen.
Diese Cytochrom-C-Oxidasen, Terminaloxidasen,sind von sehr unterschiedlicher Art.
Evolutionär betrachtet sind sie auch ziemlich alt.
Und da stellt sich die Frage: Warum reduzieren diese Enzyme Sauerstoff zu Wasser,
wenn es doch vor 3 Milliarden Jahren keinen Sauerstoff gab?
Und tatsächlich wissen wir nicht, was die ursprüngliche Funktion dieser Terminaloxidasen war.
Es war klar, dass sie ursprünglich eine Detoxifikationsfunktion hatten,
als aufgrund der wasserspaltenden Photosynthese Sauerstoff verfügbar wurde.
Grundsätzlich haben wir also 2 Kupferatome in A- und B-Familien und hier haben wir ein Häm,
wir haben Kupfer, eine andere Häm-Gruppe und hier ist die Stelle, wo Sauerstoff gebunden ist und reduziert wird.
Die Protonen kommen in dieser Art und Weise zügig voran und der Weg,
auf dem die Protonen durchgeschleust werden, verläuft über diese Hülle.
Das gilt nicht für die anderen beiden Familien, wo es nur einen Kanal gibt,
der einen direkten Zugang zu aktiven Stelle bereithält.
Aber dennoch führt dies zu der Fähigkeit, Protonen zu pumpen.
Und das ist tatsächlich ein Rätsel und wir verstehen nicht, dass oder wie es funktioniert.
Das hier ist also im Wesentlichen unsere Cytochrom-C-Oxidase.
Hier im Zentrum ist die aktive Stelle, wo Sauerstoff gebunden ist und reduziert wird.
Es gibt einen Elektronentransport vom Cytochrom-C, das hier am Sauerstoff gebunden ist.
Wir haben hier und über diesen Weg einen Protonentransport zur gewählten Stelle.
Wasser bildet sich und zusätzlich werden Protonen gepumpt.
Wir erforschen auch die C-Familie, Cytochrom-C-Oxidasen der C-Familie, die so genannte CBB3-Oxidase.
Und ich möchte darauf hinweisen, dass sie für viele pathogene Bakterien, beispielsweise Helicobacter, wesentlich sind.
Wenn man die Gene entfernt, die für die Cytochrom-C-Oxidase in Helicobacter kodieren, ist der Helicobacter nicht mehr infektiös.
Die Blockade dieser Stelle der CBB3-Oxidase wäre also eine gute Möglichkeit,
das Bakterium zu töten und Magengeschwüre und Gastritis zu behandeln.
Das ist eine weitere Idee, an der wir arbeiten.
Hier ähnelt also nur die zentrale Untereinheit I den A- und B-Familien.
Aber im Rest ersetzen Cytochrom-Moleküle die Kupfer enthaltenden Proteine.
Und hier haben wir einen löslichen Elektronendonor, der Cytochrom-C produziert.
Der Elektronentransport erfolgt dann hier in Richtung aktiver Stelle.
Der Elektronentransport vollzieht sich hier relativ rasch.
Und sie sind wesentlich effizienter in der Sauerstoffreduzierung als die anderen Arten von Cytochrom-C-Oxidase.
Ein bisschen Hintergrundinformationen dazu, wie wir an das Material kommen.
Wir isolieren das aus nativen Zellen.
Hier sehen Sie die verschiedenen Protokolle und die unterschiedlichen Kristalle, die wir erhielten und die ungeordnet waren.
Ich muss gestehen, dass die Erzeugung des reineren Materials keine sehr gute Idee war,
weil das reinere Material keine gut geordneten Kristalle ergab.
Wahrscheinlich haben wir zu viele Lipide entfernt.
Das herauszufinden, hat eine Person, nämlich Sabine Buschmann, 10 Jahre gekostet.
Um solche Forschungsprojekte durchzuführen, braucht man also manchmal Geduld,
nicht nur der Forscher selbst, sondern auch seine Finanziers.
Und das muss man der finanzierenden Instanz vermitteln,
dass man wirklich … dass sie großzügig in Bezug auf Zeit und Geld sein müssen.
Hinsichtlich der Lipide habe ich bereits erwähnt, dass wir den Lipid-Inhalt festgestellt haben,
der nach einer Ionenaustauschchromatographie generell bei rund 50 Lipid-Molekülen pro Oxidase-Komplex liegt.
Das wird während der Reinigung auf 12 Lipide reduziert.
Und durch eine isoelektrische Fokussierung wird das weiter auf 6 bis 9 Lipide reduziert.
Das Problem dabei ist aber, dass das schlechte Kristalle ergeben hat, während diese Präparierung gute Kristalle ergibt.
Deshalb musste der letzte Reinigungsschritt eliminiert werden, um gut beugende Kristalle zu erhalten.
Ich wechsele noch einmal das Thema und komme zur Sulfid-Quinon-Reduktase.
Natürlich ist Sulfid toxisch.
Deshalb braucht man bei den Proben eine Sulfiddetoxifikation,
weil Sulfid an die Prophyrine der Cytochrome und an Hämoglobin bindet.
Und das ist sehr, sehr giftig.
Und bei höheren Tieren, Säugetieren, gibt es Sulfid-Signalsysteme.
Sulfid wurde als Gasotransmitter vorgeschlagen und ist tatsächlich ein Gasotransmitter.
Es hat sich sehr stark aus der Entspannung der glatten Muskulatur entwickelt, sehr ähnlich dem Stickoxid.
Und über dieses Thema werden Sie in dem Vortrag von Ferid Murad noch mehr hören.
Wir haben also an diesem Enzym gearbeitet und in diesem Fall die Struktur aus einem hyperthermophilen Bakterium gewonnen.
Es ist ein trimeres Enzym, das ziemlich flach ist und flach auf der Membran liegt, in die Membran eingebettet ist.
Und anhand der Struktur erkannte man die Mem¬bran-Interaktion.
Hier haben wir Detergens-Moleküle, einige Lipid-Moleküle.
Und wir haben Tryptophan-Seitenketten, die normalerweise zur Interaktion mit der Membran führen.
Ziemlich erstaunt haben wir festgestellt,
dass das Enzym das Flavin-Coenzym in einer beispiellosen Art bindet, die noch nie vorher beobachtet wurde.
Wir haben also eine Disulfid-Brücke, 2 Brücken verbinden und binden die Flavinhälfte kovalent an das Protein.
Und zu unserer Überraschung fanden wir auch einen Sulfur-S8-Ring im Protein.
Das Produkt aus der Reaktion einer Sulfid-Reduzierung ist Schwefel.
Tatsächlich bildet es einen Ring und es gibt einen Zeitpunkt, an dem der Schwefel an den Cystin-Rückstand bindet.
Dies war völlig unerwartet und niemals vorher beobachtet worden.
Wir konnten auch durch Zugabe von Quinonen die Quinon-Reduktionsstelle identifizieren.
Quinonen sind tatsächlich die Elektronenakzeptoren, die die Elektronen aus dem Sulfid beziehen.
Und dieses reduzierte Quinon ist also das zweite Produkt.
Der gesamte Mechanismus der Aktion ist hier zu sehen.
Das ist das Enzym, das flach auf der Mem¬bran aufliegt und mit rund 12 Angström in die Membran eindringt.
Und dann gibt es einen Zugang für H2S oder HS- über gut zu sehende Kanäle und von hier …
Und hier kann man den S8 Ring bilden. Umd man hat Kanäle für den Ubiquinon-Überschuss, das zweite Substrat,
und die Freisetzung des Produkts Ubiquinonol, das dann in der Atmungskette verwendet und oxidiert werden kann.
Und der S8-Ring kann oder wird durch die Membran ins Innere der Bakterien oder der bakteriellen Welt
oder in die Mitochondrien von Säugetieren gedrängt werden,
weil sich dieses Enzym an der Außenseite von Mitochondrien im Menschen
und deshalb natürlich auch anderen Säugetieren befindet.
Dann stellt sich natürlich die Frage, wie H2S ...
wie Schwefelwasserstoff in Säugetieren erzeugt wird?
Diese Arbeit übernehmen 2 Enzyme.
Das eine ist Cystathionin-Beta-Synthase
und das andere Mercaptopyruvat-Sulfur-Transferase in Kombination mit einer Cystein-Aminotransferase.
Aber wie die Erzeugung von Schwefelwasserstoff reguliert wird, ist unbekannt.
Dann stellt man sich die Frage, was das Produkt in Säugetieren ist, weil das bisher von niemandem beobachtet wurde.
Es sind Schwefelkügelchen im Menschen, aber tatsächlich handelt es sich dabei um Thiosulfat.
Unser Körper erzeugt also die anorganische Verbindung Thiosulfat.
Und das geschieht durch die sequenzielle Aktion einer Schwefeldioxygenase.
Das erste daraus entstehende Produkt ist Sulfid.
Dann erfolgt eine Schwefeltransferase, die das Sulfid um ein Schwefelatom ergänzt und das Ergebnis ist Thiosulfat.
Und diese beiden Enzyme befinden sich tatsächlich in der Mitochondrienmatrix.
Aber wie das Thiosulfat dann exportiert wird, wie das Thiosulfat entsorgt wird, ist unbekannt.
Der weitere Stoffwechsel dieses Produktes ist unbekannt.
Es gibt also noch einiges zu tun.
Ich möchte noch einige allgemeine Worte zu Membranproteinstrukturen sagen.
Heute ist die Struktur von 484 Membranproteinen bekannt.
Das sind ungefähr 1.500 Koordinatendateien.
Sie sehen hier, dass wir 1986 die ersten Strukturen ermittelt haben, und das ist dann sehr langsam in Gang gekommen.
5 Jahre später waren es erst 2 Strukturen.
Aber dann lernte man tatsächlich, wie Membranproteine kristallisiert werden.
Aber ich muss sagen, dass das nicht in erster Linie eine Frage der besseren Techniken ist.
Es ist in erster Linie eine Frage der Auswahl der besser kristallisierbaren Membranproteine.
Selbst wenn man am eigenen Membranprotein arbeitet, an einem ausgewählten Membranprotein,
kann das 10 oder 20 Jahre dauern, bis man das Ergebnis hat.
Heute achtet man auf die stabilsten Varianten und dann gelingt es manchmal,
die Kristalle innerhalb von wenigen Monaten zu erzeugen.
Deshalb müssen wir weitermachen.
Aber mit den Fortschritten bei den humanen Membranproteinen geht es nach wie vor nur langsam voran.
Bis heute sind rund 40 humane Membranproteine bekannt.
Unser Körper enthält 6.000 bis 7.000 Membranproteine.
Es bleibt also noch eine Menge zu tun,
bevor man tatsächlich Arzneimittel zur Heilung von Krankheiten für die Membranproteine des menschlichen Körpers entwickeln kann.
Hier sind die Methoden zur Ermittlung der Membranproteinstruktur aufgelistet:
für einige kleine Proteine, für mehr oder weniger 1 oder 2 transmembrane Helices
oder einige kleine Membranproteine mit Beta-Strängen.
Lösungs-NMR mit 40 Strukturen und Festkörper-NMR mit 2 Strukturen haben ebenfalls ihren Weg zu den Membranproteinen gefunden.
Und wir haben die Kristallographie, die Röntgenkristallographie, mit der die meisten Strukturen ermittelt wurden.
Die Elektronenkristallographie hat 7 Strukturen ermittelt.
Aber 5 von den 7 Strukturen wurden ebenfalls durch Röntgenkristallografie ermittelt.
Und die Qualität der mit Röntgen ermittelten Strukturen war besser
als die der mit Elektronenkristallographie ermittelten Strukturen.
Die Röntgenkristallographie ist also der Sieger.
Wie sieht die Zukunft aus?
Ich glaube nach wie vor, dass die Röntgenkristallographie die Zukunft ist.
Vielleicht haben Sie gehört, dass es heute große Maschinen gibt, Freie-Elektronen-Laser.
Einer befindet sich in Stanford.
Ein anderer wird derzeit in Hamburg gebaut.
Und auch in Japan wird bald einer in Betrieb genommen.
Ziel ist es letztendlich, die Beugung mit einzelnen Molekülen durchführen zu können.
Dann könnte man sich eine Kristallisierung ersparen.
Aber das ist nach wie vor ein Traum.
Dahinter steckt die Vorstellung, dass man ein Diffraktionsmuster eines einzelnen Moleküls erfassen kann, bevor es explodiert.
Man hat einen sehr, sehr kurzen Röntgenblitz und die Elektronen interagieren natürlich mit den Röntgenstrahlen.
Sie werden weggeblasen. Aber die Diffraktion ist da.
Das Molekül ist verschwunden und man hat ein freies Plasma.
Das könnte die Zukunft sein, dann bräuchten wir keine Kristalle mehr.
Aber ich fürchte, dass das ein Traum bleibt.
Die offene Frage, die ich nicht beleuchtet habe, ist nach wie vor die nach dem Mechanismus.
Ich habe den im Fall der Sulfid-Quinon-Reduktase entdeckt, ohne auf die atomaren Details einzugehen.
Aber Diffraktionsmethoden liefern statische Bilder.
Wenn man Aktionsmechanismen erforschen will, braucht man Strukturen von katalytischen Intermediaten.
Man muss Varianten analysieren und verschiedene Spektroskopiearten einsetzen,
vielleicht Photonentransformations-Infrarotspektroskopie, vielleicht EPR, vielleicht NMR.
Das hängt vom Protein ab.
Und ich bin zufrieden, wenn ich den Mechanismus eines Proteins herausfinde und dabei wirklich in die Tiefe gehen kann.
Wie ich bereits sagte, bleibt noch eine Menge zu tun und so hoffe ich,
dass Sie sich für diese interessanten Fragen interessieren.
Und damit möchte ich enden und Ihnen für Ihre Aufmerksamkeit danken.